Résumé
Description des vaccins
Efficacité évaluée par des essais sur animaux
Conclusion sur l’efficacité :
La Maladie est bénigne chez la plupart des animaux et plus de la moitié guérit spontanément en quelques jours ; tous les animaux ne font pas de nodules.
Le vaccin protège donc contre cette maladie peu grave mais provoque quand même de la fièvre bien que moins forte. Comme les animaux ne présentent pas de virémie (présence de virus dans le sang), on peut supposer qu’ils ne peuvent pas transmettre de virus sauvage (une fois infectés).
Les animaux asymptomatiques peuvent-ils transmettre la maladie?
L’essai qui justifie l’abattage total par cette supposée transmission n’est pas concluant.
Provenance des vaccins
Le vaccin utilisé en France provient de la banque de vaccins de l’UE et c’est le vaccin OBP (Onderstepoort Biological Products). La France a réservé 350 000 doses en juillet 2025, pour vacciner les bovins de la zone réglementée; la durée prévue de la vaccination est de 3 mois [1]. Le vaccin OBP est fabriqué à partir de la souche Neethling. Le fabricant est une compagnie nationale appartenant à l’État sud-africain [2]. L’ANSES a accordé une ATU ANSES ATU, jusqu’au 28 juillet 2026 [3] au vaccin MSD Santé animale Bovilis-Lumpyvax-E qui reproduit la fiche technique du produit fournie par le fabricant [4]. Ce vaccin est produit aux Pays-Bas à partir de la souche Neethling 1.1 (communication personnelle avec MSD Santé Animale). Les deux vaccins sont très proches entre eux et sont homologues à 99,9% de la souche obtenue en 1959 (Neethling vaccine LW 1959) [5]. Les vaccins ont été commandés dès le 1er juillet à la banque de vaccins de l’UE et réceptionnés le 15 juillet 2025 [6]. Une question parlementaire a été posée, restée sans réponse, concernant les fabricants et le pays d’origine des vaccins [7].
Évaluation de l’efficacité des vaccins par le laboratoire européen de référence (Belgique) [8]
La vaccination contre la LSD a été un succès dans les Balkans mais il y a eu des échecs vaccinaux. L’efficacité de cinq souches de vaccins vivants atténués est étudiée : ils sont tous capables de protéger contre la LSDV et donnent des effets indésirables variables selon les souches.
Les vaccins testés : OBP, Lumpyvax Merck (ce sont les deux vaccins utilisés en 2025 en France), Kenyavac, Herbivac, MCI Maroc.
Les animaux testés: des bœufs de race Holstein d’environ 6 mois (des mâles de race laitière).
Groupe contrôle de 5 animaux et groupe vacciné de 7 animaux.
L’évaluation est clinique (température, site d’injection, ganglions, état général, appétit, nodules) ; le virus est recherché par PCR sur le sang, les biopsies et sur autopsie ; la sérologie par la méthode la plus sensible : IPMA immunoperoxidase monolayer assay, et par tests de neutralisation du virus.
Résultats chez les animaux non vaccinés et infectés par IV et intradermique
Tous les animaux des groupes de contrôle (20) développent de la fièvre avec un maximum entre 7 et 9 jours dpi (jours après infection – days post infection). La plus forte fièvre = 41,4°C. Retour à la normale en 1 à 6 jours chez 55% des animaux et persistance plus de 10j chez 45% des animaux.
Un seul animal arrête de manger à 14 dpi et il est euthanasié à 15 dpi.
Des nodules sont observés chez 50% des animaux à partir de 6 à 10 dpi
Tous les animaux qui ont des nodules ont une virémie positive (détectée par PCR)
67% des animaux sans nodules ont du virus dans la peau saine, ce qui a des implications pour une transmission éventuelle.
La séroconversion commence à 4 dpi par IPMA et à 13 dpi tous les animaux ont séroconverti (même s’ils ne présentent pas de nodules), la séroneutralisation apparaît à 9 dpi
Animaux vaccinés
Effets de la vaccination
Fièvre à partir de 1 dpv (days post vaccination) et pic de fièvre entre 6 et 9 dpv ; pour Lumpyvax un second pic vers 15-17 dpv ; fièvre maximale à 40,5°C.
Pas de modification de l’appétit ni de l’état général, pas de réponse Neethling avec Lumpyvax ou OBP (pas de nodules).
Challenge à 21 jours dpv : 21 jours après le vaccin les animaux sont infectés expérimentalement avec le virus.
Une fièvre > 40°C entre 5 à 8 dpi est observée chez 70 à 80% des animaux avec Lumpyvax et OBP (elle est due à la multiplication du LAV – virus vivant atténué).
Retour à normale en 15 à 16 dpi
Pas de virémie mais des PCR positives isolées + à 6 dpv pour Lumpyvax avec Cp >38 (plus de 38 cycles d’amplification, donc certainement pas de virus cultivable).
La séroconversion (évaluée par IPMA) se produit entre 6 et 13 dpv ; elle est complète à 15 dpv pour OBP et 29 dpv pour Lumpyvax. La séroconversion (apparition des anticorps) évaluée par séroneutralisation (anticorps neutralisants sur des virus vivants), n’est pas complète, mais est retrouvée chez 14% des animaux à 21 dpv au moment du challenge.
Après challenge : neutralisation 42.9% (OBP), 71.4% (Lumpyvax). Donc c’est l’infection par le virus sauvage et non le virus vaccinal qui permet d’acquérir les anticorps neutralisants.
Au moment du challenge seuls 28,6% (Lumpyvax) et 43% (OBP) sont positifs en immunité cellulaire mesurée par la sécrétion d’IFN.
Remarque
Le Kenyavac annoncé comme sheepox et goatpox (souches de virus de mouton et de chèvre) est en fait bien du LSDV. Donc ces fabricants ne savent pas exactement ce qui est présent dans leur vaccin, mais ces vaccins ne sont pas utilisés en Europe.
Les vaccins sont bien tolérés (mais d’autres études avec d’autres races ont montré une moins bonne tolérance).
Une réponse Neethling (réaction clinique au vaccin proche de la LSD) a déjà été signalée pour OBP et Lumpyvax à des pourcentages très faibles, variant entre moins de 0,1 % et 0,38 %.
Après challenge les animaux font seulement de la fièvre sans autre signe clinique. Et aucune virémie n’est trouvée. L’autopsie confirme l’efficacité du vaccin : seules des traces de LSDV sont retrouvées dans les organes avec des Ct élevés >38.
Les grandes différences dans les taux d’anticorps neutralisants retrouvés selon les types de vaccins n’ont pas d’influence sur la protection qui est totale avec tous les types de vaccins.
Conclusion
Les animaux non vaccinés et infectés ne sont pas tous très malades et plus de la moitié guérit spontanément en quelques jours ; tous les animaux ne font pas de nodules.
Le vaccin protège donc contre cette maladie peu grave mais provoque quand même de la fièvre bien que moins forte. Comme les animaux ne présentent pas de virémie (présence de virus dans le sang), on peut supposer qu’ils ne peuvent pas transmettre de virus sauvage (une fois infectés).
Contrôle de qualité indépendant du vaccin
D’après Haegeman, 2021 [9], lors de la fabrication du vaccin sur culture de cellules, un contaminant peut s’introduire à différentes étapes surtout lorsque l’usine fabrique différents vaccins. Une Etude sur Lumpivax (Kenya, Kenya Veterinary Vaccines Production Institute, KEVEVAPI; Nairobi, Kenya; 100Doses batch NO:02/019, ne pas confondre avec Lumpyvax de Merck), OBP Onderstepoort Biological, Products, OBP; Onderstepoort, South-Africa; batch 473 et Caprivac vaccine (Jordan Bioindustries Center, Jovac; Amman, Jordan; batch 210115-01.
Les auteurs retrouvent la souche sauvage du LSDV, la souche vaccinale et le GTPV (goatpox virus) dans le Lumpivax et il y aurait aussi des recombinants entre ces différents virus, ces virus sont retrouvés chez les animaux vaccinés.
Ceci pose problème car ces recombinants peuvent être transmis par les insectes vecteurs ; de plus ces recombinants sont aussi susceptibles d’être transmis par contact direct.
Ces problèmes n’ont pas été retrouvés avec l’OBP.
Efficacité vie réelle Rapport de l’Agence Européenne du Médicament sur l’épidémie en Grèce 2015-2016 [10]
Au cours de la période 2015-2016, 221 foyers ont été confirmés
69 concernaient des animaux vaccinés
62 foyers suspects ont été signalés moins de 28 jours après la vaccination
4 foyers suspects ont été signalés entre 30 et 52 jours après la vaccination
1 foyer 5 mois après la vaccination (1 animal infecté / 379 animaux)
2 foyers concernaient des veaux issus de bovins vaccinés
3 des 69 foyers ont permis d’identifier la souche vaccinale, tous les autres étaient des souches sauvages
L’abattage sanitaire a été appliqué à tous les bovins des troupeaux (période de pic de l’épizootie, risque d’attendre 21 jours les résultats du séquençage et de l’analyse phylogénétique)
2 cas suspects : la souche vaccinale a été identifiée et les mesures ont été levées
Défis pour l’avenir
Efficacité de la vaccination
L’expérience montre que la vaccination est la seule mesure efficace contre la maladie, en particulier la vaccination préventive
* Mais dans quelle mesure ? Quand ? Et pour combien de temps ? Selon quels critères ?
* L’absence de foyers confirme-t-elle l’absence de LSD ?
Cas subcliniques, signes cliniques légers, animaux ne développant pas d’immunité, sous-déclaration
* L’examen clinique est le seul outil disponible pour estimer à grande échelle la situation sur le terrain
Recherche scientifique
• Vaccins efficaces et sûrs
• Vaccins compatibles avec le protocole DIVA
• Vaccin vs souche de terrain : NRL grec : DIVA PCR en temps réel
Efficacité du vaccin contre les souches recombinantes qui circulent en Asie (Haegeman 2024 [11])
Le Lumpyvax et l’OBP sont efficaces sur les souches recombinantes qui circulent en Russie et en Asie (cette souche circule aussi en Lituanie à la frontière de la Pologne [12]. Cette souche est le résultat d’une recombinaison entre les souches vaccinales LSDV Neethling et LSDV Kenyan sheep and goat pox (KSGP). Cela s’est probablement produit lors d’un processus de production et de libération d’un lot de vaccin mal contrôlé, et cela a été introduit sur le terrain par l’utilisation de ce vaccin au Kazakhstan. Ce recombinant est capable de se transmettre plus efficacement par contact direct ou indirect que la souche sauvage. Les animaux vaccinés sont infectés artificiellement 21 jours après l’injection du vaccin ; ils peuvent avoir de la fièvre et de petits nodules après l’injection du virus de challenge. Même si la recherche des anticorps peut être négative par ELISA, la technique IPMA retrouve des anticorps chez tous les animaux vacciné.
Justification de l’abattage total par la possibilité de transmission de la maladie à partir d’animaux asymptomatiques
Voilà comment est justifié l’abattage total des troupeaux de vaches infectées par la dermatose nodulaire. Une expérience de laboratoire très peu convaincante qui prétend qu’un animal asymptomatique et visiblement non porteur de virus peut transmettre la maladie [13]!
Cet article du laboratoire européen de référence (situé en Belgique) essaye de justifier (mais sans y croire d’après sa conclusion) l’abattage total au prétexte que la transmission à partir d’un animal subclinique est possible. Cet article (pièce n°3) a été utilisé dans la réponse du Préfet de Haute-Savoie à la demande de suspendre l’abattage par l’éleveuse Estelle Falcy déposée en août 2025 (Requête n°25008725-2 présentée par Madame FALCY Estelle et le syndicat de La Confédération paysanne représentés par Maître Hélène HOURLIER). Les bovins de cette éleveuse étaient vaccinés depuis la mi-juillet 2025, la réponse préfectorale datant du 21 août 2025 a confirmé que l’abattage de ces animaux vaccinés devait bien avoir lieu car ils auraient été susceptibles de transmettre le virus sauvage.
Résumé de l’article :
C’est une expérience sur 13 bœufs inoculés expérimentalement par le LSDV et 13 bœufs receveurs mis en contact avec des mouches ayant piqué les 13 bœufs inoculés considérés comme donneurs. Un seul bœuf ayant été piqué par des mouches infectées par des animaux subcliniques (c’est-à-dire porteurs du virus mais ne développant jamais de symptômes) a été malade.
Aucun animal préclinique (c-à-d pas encore malade au moment les mouches le piquent mais qui développe la maladie ensuite) ne transmet le virus par les mouches. Les auteurs remarquent cette incohérence dans les résultats mais ne l’expliquent pas.
Le seul animal subclinique donneur qui aurait transmis le virus par les mouches au seul animal receveur malade, a eu une virémie seulement le 14è jour (et pas après) après inoculation expérimentale du virus (IV et Intradermique). Ce même animal a été positif en sérologie (IPMA qui détecte tous les anticorps contrairement à l’ELISA) seulement à partir du 13è jour. Les mouches ont été placées sur cet animal à 15,16 et 17 jours après inoculation, donc pendant des jours où n’a pas été retrouvée de virémie et où les anticorps étaient déjà présents.
Cette contradiction n’est pas discutée par les auteurs : comment les mouches peuvent-elles transmettre le virus si lorsqu’elles piquent l’animal celui-ci n’a pas de virémie détectable ni de nodules? Il se peut très bien que ce seul cas de transmission par un animal subclinique soit un artéfact de laboratoire.
L’essai a été mené dans une installation de niveau de sécurité P3 et non P4 qui a très bien pu laisser passer des mouches d’un animal à l’autre : ceci aurait dû être discuté!
Conclusion : Cet essai ne prouve pas la transmission par des animaux précliniques ou subcliniques et pourtant il est utilisé par les autorités pour justifier l’abattage total.
Références
1 – Infection with lumpy skin disease virus LSD, European Commission, consulté le 20 août 2025, https://food.ec.europa.eu/animals/animal-diseases/diseases-and-control-measures/lsd_en?prefLang=bg
2- OBP Corporate plan 2024-2027, https://static.pmg.org.za/OBP_Corporate_Plan.pdf
3- https://www.anses.fr/system/files/90077_ATU_ANNEXE.pdf
4- https://med-vet.fr/produits/medicament/bovilis-lumpyvax-e/67fa8de8-b836-4a82-91ae-2577c740b34a
5 – Mathijs E, Vandenbussche F, Haegeman A, King A, Nthangeni B, Potgieter C, Maartens L, Van Borm S, De Clercq K. 2016. Complete genome sequences of the
Neethling-like lumpy skin disease virus strains obtained directly from three commercial live attenuated vaccines. Genome Announc 4(6):e01255-16. doi:10.1128/genomeA.01255-16. https://journals.asm.org/doi/full/10.1128/genomea.01255-16)
7 – https://agriculture.gouv.fr/dermatose-nodulaire-contagieuse-dnc-des-bovins-demarrage-de-la-campagne-de-vaccination
8 – Comparative Evaluation of Lumpy Skin Disease Virus-Based Live Attenuated Vaccines
Haegeman A, De Leeuw I, Mostin L, Campe WV, Aerts L, Venter E, Tuppurainen E, Saegerman C, De Clercq K. Comparative Evaluation of Lumpy Skin Disease Virus-Based Live Attenuated Vaccines. Vaccines (Basel). 2021 May 8;9(5):473. doi: 10.3390/vaccines9050473. PMID: 34066658; PMCID: PMC8151199. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34066658/
9 – Haegeman A, De Leeuw I, Saduakassova M, Van Campe W, Aerts L, Philips W, Sultanov A, Mostin L, De Clercq K. L’importance du contrôle qualité des vaccins vivants atténués contre le LSDV pour leur utilisation sûre sur le terrain. Vaccines (Bâle). 13 septembre 2021 ; 9(9) : 1019. doi : 10.3390/vaccines9091019. PMID : 34579256 ; PMCID : PMC8472990. https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC8472990/
10 – Expérience de la DNC en Grèse EMA 31 janvier 2017, Londres
Sotiria-Eleni Antoniou, Ioannis Malemis
CVMP and IWP Focus Group on Lumpy Skin Disease Vaccines, European Medicine Agency, 31 January 2017, LONDON, UK
https://www.ema.europa.eu/en/documents/presentation/presentation-lumpy-skin-disease-experience-greece-sotiria-eleni-antoniou-and-ioannis-malemis_en.pdf
11 – Philips W, Haegeman A, Krešić N, Mostin L, De Regge N. Neethling Strain-Based Homologous Live Attenuated LSDV Vaccines Provide Protection Against Infection with a Clade 2.5 Recombinant LSDV Strain. Vaccines (Basel). 2024 Dec 25;13(1):8. doi: 10.3390/vaccines13010008. PMID: 39852787; PMCID: PMC11769152. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39852787/
12-(WOAH Regional Workshop on Vector Borne diseases in Asia and the Pacific, lumpy skin disease, 19-20 September 2024 https://rr-asia.woah.org/app/uploads/2024/10/2-3.-Lumpy-Skin-Disease-1.pdf )
13 – https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37376585/ Haegeman A, Sohier C, Mostin L, De Leeuw I, Van Campe W, Philips W, De Regge N, De Clercq K. Evidence of Lumpy Skin Disease Virus Transmission from Subclinically Infected Cattle by Stomoxys calcitrans. Viruses. 2023 May 30;15(6):1285. doi: 10.3390/v15061285. PMID: 37376585; PMCID: PMC10301266.